SÍNTOMAS Y SIGNOS DE LA ENFERMEDAD

Fusarium circinatum puede infectar hospederos susceptibles en cualquier etapa de su ciclo de vida y a diferentes órganos de la planta, tales como: brotes, tallos, ramas, acículas, conos, semillas y raíces expuestas al patógeno (^{Dwinell et al. 2001}, ^{Wingfield et al. 2008}). La expresión de los síntomas dependerá del hospedero, órgano afectado y las condiciones ambientales (^{Dwinell et al. 1985},^{Gordon et al. 2001}).

Cuando el patógeno infecta plántulas, el diagnóstico puede ser difícil, ya que los síntomas son similares a los causados por otras enfermedades ocasionadas por otros hongos (^{Viljoen et al. 1994}, ^{Gordon et al. 2001}), siendo necesario realizar un diagnóstico en laboratorio utilizando técnicas de PCR (Polymerase Chain Reaction) (^{Schweigkofler et al. 2004}, ^{Britz et al. 2005}). La enfermedad se manifiesta con acículas cloróticas o de color marrón- rojizo y marchitamiento (Fig. 1a) (^{Dwinell et al. 2001}), además causa damping-off de pre y post emergencia (^{Viljoen et al. 1994}). En damping-off de pre-emergencia, la cubierta de las semillas y los cotiledones son colonizados por el hongo. En el caso del damping-off de post-emergencia (Fig. 1b), ocurre necrosis en el cuello de la plántula, resultando en clorosis y muerte (^{Viljoen et al. 1994}). En plantas en vivero (mayores de seis meses) el patógeno se puede asociar a pudrición de raíces (^{Gordon et al. 2001}), los principales síntomas causados por la infección de F. circinatum incluyen marchitamiento apical (^{Dwinell et al. 2001}), seguido por una decoloración púrpura en el punto de infección. A medida que el patógeno continúa colonizando, el follaje de las plantas adquiere un color marrón y posteriormente muere. En estado avanzado de la enfermedad pueden presentarse esporodoquios en el tallo de las plantas (^{Wingfield et al. 2008}) (Fig. 1c). Este patrón sintomatológico es diferente al del cancro resinoso en árboles adultos, caracterizado por un flujo masivo de resina, denominándose al problema en vivero como "enfermedad de F. circinatum" (^{Mitchell et al. 2011}) o "muerte por Fusarium". Una situación particular se presenta en las plantas madres o setos, las cuales poseen mayor susceptibilidad al patógeno (Fig. 1d, 1e y 1f), condición que sería consecuencia de un constante estrés de la planta, por la permanente colecta de estacas (^{Mitchell et al. 2011}). En los setos, la enfermedad se manifiesta con marchitez de los brotes y decoloración del follaje producto de la infección causada por el patógeno en el cuello de la planta (^{Wingfield et al. 2002},^{Mitchell et al. 2011}).

En árboles adultos, los síntomas en ramas comienzan usualmente con marchitamiento y decoloración de las acículas, tornándose luego de color rojizo, seguido de defoliación y muerte progresiva (^{Storer et al. 2002}). La muerte del tejido (cancro) en la zona infectada causa un anillamiento y la consecuente obstrucción del flujo de agua, causando finalmente la muerte de la rama. A su vez, en la zona de la infección se produce resina y la madera toma un color miel, que se observa al retirar la corteza sobre la lesión (^{Gordon et al. 2001}, ^{Storer et al. 2002}).

FIGURA 1 Síntomas y signos de Fusarium circinatum en viveros de Pinus radiata. a: cancro en tallo de plántula; b: damping-off en plántulas; c: cancro y resinación en cuello de planta de seto; d: marchitamiento apical en plantas a raíz cubierta; e: marchitamiento de follaje en plantas de setos; f: esporodoquios en tallo (Fotos a y f proporcionadas por G. González, fotos b-e proporcionadas por E. Sanfuentes). FIGURE 1: Symptoms and signs of Fusarium circinatum in Pinus radiata seedlings and plants in nursery. a: stem lesion and wilting on seedling; b: damping-off in seedling c: canker and resin in collar; d: apical wilting; e: foliage wilting and discoloration; f: sporodochia in stem (Picture a and f provided by G. González, picture b-e provided by E. Sanfuentes). 

El patógeno también puede infectar órganos reproductivos, causando la muerte de conos femeninos y maduros, deteriorando las semillas (^{Dwinell et al. 2001}). Los conos en las ramas infectadas pueden abortar, si la infección ocurre antes de completar su desarrollo, no obstante, la infección en ramas también puede suceder después que los conos han madurado. Los conos de Pinus taeda L. infectados por el patógeno se deforman y presentan menor tamaño, algunos presentan necrosis en la zona apical y una resinación interna. La infección interna de conos no necesariamente se correlaciona con los síntomas externos, de esta forma conos aparentemente sanos pueden también estar infectados (^{Storer et al. 1998}, ^{Dwinell et al. 2001}). El patógeno también puede infectar semillas interna o externamente, causando el deterioro de la semilla, aunque con frecuencia los síntomas se presentan solo al momento de la germinación (^{Storer et al. 1998}).

TAXONOMÍA DE FUSARIUM CIRCINATUM

Fusarium circinatum fue detectado por primera vez en Pinus virginiana Mill. en el año 1946, siendo identificado como una especie no descrita del género Fusarium, ubicada en la sección Liseola (^{Hepting & Roth 1946}). Luego, en 1949 el hongo fue descrito como Fusarium lateritium Nees f. sp. pini Hepting en la sección Lateritium (^{Snyder et al. 1949}) y en 1978, como F. moniliforme J. Sheld. var. subglutinans Wollenweb. & Reinking en la sección Liseola (^{Kuhlman 1982}). En 1983, fue elevado a nivel de especie denominándose Fusarium subglutinans (Wollenweb & Reinking) ^{Nelson, Toussoun & Marasas (Nelson et al. 1983}) y en 1992 se clasificó como F. subglutinans f. sp. pini^{Correll, Gordon, McCain, Fox, Koehler, Wood & Schultz (Correll et al. 1992}, ^{Huss et al.1996}). ^{Nirenberg & O´Donnell, en 1998}, lo describieron con el nombre de F. circinatum Nirenberg & O´Donnell, perteneciente al complejo Gibberella fujikuroi (Sawada) Wollenw., dentro de la sección Liseola, confirmado por estudios morfológicos (^{Britz et al. 2005}) y análisis filogenéticos (^{Schweigkofler et al. 2004}), siendo designado a la población de apareamiento H (^{Britz et al. 2005}).

CICLO BIOLÓGICO Y EPIDEMIOLOGÍA DEL PATÓGENO

Existe poco conocimiento con respecto a la biología y ecología del hongo, pero se han conducido estudios sobre la dinámica de inóculo, dispersión, infección, colonización, sobrevivencia y reproducción sexual del patógeno (^{Wingfield et al. 2008}). El inóculo de F. circinatum puede estar disponible en todas las estaciones del año (^{Wingfield et al. 2008}). Los conidios se dispersan por medio del viento, insectos vectores, salpicadura de agua, suelo y por el movimiento de plantas infectadas a nuevas áreas (^{Storer et al. 1998}, ^{Gordon et al. 2001}, ^{Wingfield et al. 2008}). El patógeno infecta tejido leñoso del árbol a través de heridas provocadas por insectos, el hombre o heridas naturales.

En tallos de Pinus densinflora Sieb. & Zucc. y P. rigida Mill., la mayoría de las microconidias germinan 12 h post inoculación, formando tubos germinativos que penetran al tejido del huésped a través de aberturas naturales del tallo (^{Thoungchaleun et al. 2008}). No existe evidencias de que el hongo se pueda movilizar en forma sistémica en la planta, significando de esta manera que cada cancro o lesión es producto de una infección independiente (^{Gordon et al. 2001}).

Las conidias están presentes en restos vegetales del árbol, y sus cuerpos de fructificación perduran durante meses en brotes enfermos, produciendo grandes cantidades de conidias, desde donde se pueden iniciar nuevas infecciones. A pesar de que F. circinatum no produce clamidosporas, es capaz de sobrevivir durante varios meses en suelo húmedo y al menos un año en suelo seco, y hasta por tres años en suelo almacenado bajo refrigeración (^{Wingfield et al. 2008}). Debido a esta capacidad de permanecer en el suelo puede actuar como un patógeno de raíces (^{Dwinell et al. 1985}). En plantaciones, el movimiento de material infectado es la causa más probable de la dispersión del agente. En vivero este hongo se disemina por el aire y también por la introducción de semillas infectadas por el hongo, por herramientas contaminadas y por el hombre (^{Dwinell et al. 1985}, ^{Wingfield et al. 2008}).

Factores de estrés como la sequía, exceso de fertilización, temperaturas elevadas y anegamiento favorecen una mayor incidencia de la enfermedad (^{Wingfield et al. 2008}, ^{Gordon et al. 2015}). Es así como la mayor severidad del cancro resinoso ocurre en el SE de EE.UU., donde las precipitaciones son comunes durante los períodos cálidos. Por el contrario, en California, donde la mayoría de las zonas reciben precipitaciones sólo durante los meses más fríos del año, el cancro resinoso se limita a la costa, donde las temperaturas moderadas coinciden con alta humedad y/o condensación proporcionada por el húmedo aire marino (^{Gordon et al. 2015}).

DIVERSIDAD GENÉTICA DE FUSARIUM CIRCINATUM

Fusarium circinatum es un hongo heterotálico que puede reproducirse sexual y asexualmente (^{Britz et al. 2005}). El estado sexual del hongo (Gibberella circinata Nirenberg & O'Donnell ex Britz, T.A. Cout., M.J. Wingf. & Marasas.) no ha sido observado en la naturaleza, pero se ha producido en condiciones de laboratorio (^{Correll et al. 1992}, ^{Wikler & Gordon 2000}). En los primeros estudios de diversidad genética de F. circinatum, se determinaron cinco grupos de compatibilidad vegetativa (GCVs) en California y 45 en Florida (^{Correll et al. 1992}). Esta limitada diversidad genética de F. circinatum en California y la ausencia de reproducción sexual es consistente con una reciente introducción del patógeno. Por otro lado, la alta diversidad de los aislamientos en Florida implicaría una historia de autocruzamiento entre las poblaciones del patógeno, además de corresponder a GCVs diferentes (^{Correll et al. 1992}). Sin embargo, con el uso de marcadores moleculares se evidenció la existencia de dos haplotipos multilocus que eran compartidos entre ambas poblaciones, proponiendo que nuevos GCVs pueden surgir por mecanismos distintos a la recombinación sexual (^{Correll et al. 1992}, ^{Wikler & Gordon 2000}). En Sudáfrica fueron determinados 23 GCVs (para 69 aislamientos) y presentando los dos tipos de apareamiento (MAT-1 y MAT-2) (^{Britz et al. 2005}). Este número de GCVs no sería concordante con una reciente introducción de la especie, sugiriendo que la variabilidad del patógeno en este país es producto de múltiples introducciones de diversos genotipos además de reproducción sexual, resultando en la segregación de múltiples loci incompatibles vegetativamente (^{Britz et al. 2005}).

El análisis de ocho loci polimórficos de aislamientos provenientes de California y Sureste de EE.UU., Sudáfrica, México y Japón, establecieron que existe una mayor diversidad genética en México, coincidiendo con la hipótesis de ser el centro de origen de F. circinatum, como también el centro de diversidad de Pinus spp. (^{Perry et al. 1998}, ^{Wikler & Gordon 2000}). Los aislamientos de F. circinatum de California y sureste de EE.UU. y Japón presentaban una pequeña distancia genética correspondiendo a un mismo genotipo. Estos resultados indicarían que el patógeno fue dispersado probablemente desde el sureste de EE.UU. a California y luego hacia Japón, o directamente desde el Sureste de EE.UU. Por otra parte, existiría una mayor conexión entre las poblaciones de F. circinatum de México y Sudáfrica (^{Wikler & Gordon 2000}), sugiriendo que el patógeno fue introducido a Sudáfrica a través de semillas contaminadas desde México (^{Berbegal et al. 2013}). En el norte de España las poblaciones de F. circinatum están estructuradas en dos grupos divergentes y presentan un baja diversidad genética, concordando con la hipótesis que el patógeno fue introducido en al menos dos oportunidades, probablemente desde EE.UU. (^{Iturritxa et al. 2011}, ^{Berbegal et al. 2013}).

CONTROL DE LA ENFERMEDAD: A pesar de la importancia de la enfermedad a nivel mundial, no existen medidas de control individuales completamente eficaces contra F. circinatum en viveros y plantaciones forestales. Para reducir el impacto de la enfermedad se debe considerar el manejo integrado, incluyendo medidas cuarentenarias, control cultural, químico y biológico, y selección de árboles con resistencia genética (^{Dwinell et al. 1985}, ²⁰⁰¹, ^{Wingfield et al. 2008}).

CONTROL CULTURAL: La principal estrategia de manejo se basa en la reducción de las fuentes de inóculo, a través de la eliminación de material infectado (^{Dwinell et al. 1985}). Para reducir la población del patógeno en vivero, es necesario incrementar los niveles de higiene, tales como: utilizar agua de riego libre de patógeno, bandejas y contenedores desinfestados y eliminar y quemar las plántulas con síntomas del patógeno (^{Dwinell et al. 1985}, ^{Wingfield et al. 2008}).

En regiones donde las plantaciones presentan altos niveles de la enfermedad, es recomendable excluir la utilización de especies susceptibles al patógeno. La reducción del inóculo, incluye la remoción y eliminación de los árboles infectados y restricción del movimiento de madera infectada. La poda de ramas infectadas no ha sido eficaz como medida preventiva para confinar al patógeno en el árbol, sin embargo, en árboles con menor infección y distantes de árboles enfermos, esta operación podría disminuir el desarrollo de un foco de enfermedad. La desinfestación de las herramientas de poda, con cloruro de benzalconio, hipoclorito de sodio o de calcio al 1 % o peróxido de hidrógeno al 10 %, antes y después de las operaciones de poda, pueden reducir la dispersión de la enfermedad (^{Storer et al. 2002}).

Otra estrategia para prevenir la presencia o la propagación del cancro resinoso del pino en plantaciones, es evitar las podas en épocas de máxima esporulación. Prácticas culturales como fertilización, riego, densidad de la plantación, y control de malezas, influyen en la incidencia y severidad de la enfermedad (^{Dwinell et al. 1985}). En plantaciones de Pinus elliottii Engelm. var. elliottii fertilizadas con nitrógeno, los árboles han presentado cancros de mayor longitud y una mayor tasa de progreso de la enfermedad (^{Fraedrich & Witcher 1982}).

CONTROL QUÍMICO Y BIOLÓGICO: Actualmente, existen pocos productos químicos registrados que permitan el control eficaz de F. circinatum, y algunos de éstos tienen restricciones de uso por normas de certificación ambiental (^{FSC 2007}). Entre los fungicidas empleados para el control del patógeno están: procloraz, tebuconazole, benomyl, captan, difenoconazole y propiconazole (^{Dwinell et al. 1985}, ^{Wingfield et al. 2008}, ^{Mitchell et al. 2011}). En estudios in vitro los fungicidas más eficaces en la inhibición de F. circinatum han sido procloraz y tebuconazol (^{TPCP 2002}). El empleo de insecticidas podrían reducir los niveles del cancro resinoso, al minimizar la propagación de la enfermedad a través de insectos (^{Dwinell et al. 1985}). Es así como en plantaciones de P. taeda L. la aplicación de carbofurano redujo la incidencia de daños por insectos y también el número de árboles infectados por F. circinatum (^{Runion et al. 1993}).

La recolección de semillas no es recomendable en las zonas donde F. circinatum esté presente. Una alternativa es desinfectar las semillas provenientes de huertos semilleros durante 15 min con peróxido de hidrogeno al 30%, a fin de minimizar potenciales infecciones. Este compuesto puede penetrar la cubierta de la semilla, produciendo escarificación, aumentando la tasa de germinación (^{Wingfield et al. 2008}).

El uso de microorganismos, individualmente o en combinación con otras medidas de control, ha permitido reducir el uso de pesticidas en otros patosistemas, convirtiéndose en una estrategia de control con gran potencial (^{Moraga-Suazo et al. 2011}). Los estudios sobre el control biológico de F. circinatum aún son escasos y se basan principalmente en la selección de antagonistas in vitro. Algunas excepciones son los estudios de ^{Barrows-Broaddus & Kerl (1981)} y ^{Moraga-Suazo et al. (2011)}. En el primero, en un ensayo en condiciones de invernadero, aislados de Arthrobacter spp. redujeron la esporulación del patógeno en el sitio de infección y en el segundo, aislados de Clonostachys rosea (Link:Fr.) Schroers, Samuels, Seifert & Gams y Trichoderma spp, redujeron la incidencia de damping-off por F. circinatum en plántulas de P. radiata. Recientemente ^{Martínez-Álvarez et al. (2016}) describieron que Chaetomium aureum (Chivers) y Alternaria sp. disminuyeron la severidad del daño causado por F. circinatum en plántulas de P. radiata, concluyendo que estas especies endófitas pueden ser potenciales agentes de control biológico.

RESISTENCIA GENÉTICA: La mayoría de los estudios de resistencia genética en P. radiata se basan en observaciones de campo y ensayos de inoculación en condiciones controladas en invernadero (^{Hodge & Dvorak 2000}, ^{Storer et al. 2002}). Se ha determinado que las especies de pino varían ampliamente en el nivel de susceptibilidad a F. circinatum, siendo P. radiata, Pinus greggii Engelm. y P. patula clasificados como susceptibles y Pinus tecunumanii Schw. Perry, Pinus oocarpa Schiede y Pinus jaliscana Perez de la Rosa, entre los más resistentes (^{Hodge & Dvorak 2000}). La mayoría de las especies de pinos nativos de California parecen ser susceptibles al cancro resinoso, aunque la severidad puede variar ampliamente entre los individuos (^{Gordon et al. 2001}), como en el caso de P. radiata, aunque esta variabilidad contrasta con la alta susceptibilidad que han presentado los genotipos en plantaciones comerciales de esta especie (^{Storer et al. 1998}). Esta variación en susceptibilidad también se ha constatado entre genotipos de P. taeda en huertos semilleros, donde algunos genotipos después de inoculados con F. circinatum no han manifestado la enfermedad (^{Kayihan et al. 2005}, ^{Roux et al. 2007}). Estos casos indican la existencia de variación genética en los hospederos, la que puede ser utilizada en programas de mejoramiento genético, para seleccionar genotipos resistentes como una medida de control (^{Dwinell et al. 1985}, ^{Roux et al. 2007}).

La resistencia genética a F. circinatum se ha demostrado en más de 23 especies de pinos (^{Viljoen et al. 1994}, ^{Hodge & Dvorak 2000}, ^{Roux et al. 2007}), aunque los mecanismos de resistencia aún son desconocidos. En especies de Pinus se ha sugerido que la resistencia tendría una naturaleza poligénica (^{Kayihan et al. 2005}, ^{Matheson et al. 2006}, ^{Quesada et al. 2010}), en la que participarían genes que codifican para proteínas relacionadas con la patogenicidad o PR (quitinasas, peroxidasas clase III, ribonucleasas, taumatina), fenilalanina amonio liasa (PAL), pinosilvin sintasa (PST), fenilcumarín bencílico éter reductasa (PCBER) y proteínas antimicrobianas (^{Morse et al. 2004}, ^{Fitza et al. 2013}, ^{Donoso et al. 2015}). Recientemente, la búsqueda de QTLs (Quantitative Trait Locus) (^{Moraga-Suazo et al. 2014}) y mapeo asociativo (^{Quesada et al. 2010}) han permitido encontrar loci de carácter cuantitativo asociados a la resistencia contra F. circinatum.

La resistencia genética en el tiempo está estrechamente relacionada con la virulencia del patógeno y la factibilidad que las poblaciones de F. circinatum generen nuevos patotipos (^{Gordon et al. 2006}). En poblaciones de F. circinatum se ha determinado que una variación en la virulencia del patógeno como consecuencia de la reproducción sexual podría incrementar la posibilidad de generar nuevos genotipos del patógeno capaces de superar los niveles de resistencia presentes en las poblaciones hospederas (^{Gordon et al. 2006}, ^{Wingfield et al. 2008}, ^{Gordon et al. 2015}). Esta situación se ve respaldada por el reciente estudio de ^{Slinski et al. (2016}), donde determinaron que la heredabilidad de la virulencia en patotipos de F. circinatum de California es alta (h2= 0,74), sugiriendo que tiene un fuerte control genético.

Para incrementar los niveles de resistencia en pinos a F. circinatum, se pueden emplear varias estrategias de selección y cruzamientos a largo plazo, dado que la resistencia al patógeno en genotipos específicos se encuentra bajo fuerte control genético (^{Gordon et al. 2001}, ^{Storer et al. 2002}). Se ha constatado una alta heredabilidad de esta resistencia en familias de P. radiata provenientes de poblaciones nativas de Año Nuevo (h2 = 0,78), siendo menor para familias provenientes de programas de mejoramiento genético de Australia (h2 = 0,34), Chile (h2 = 0,34) y Nueva Zelanda (h2 = 049) (^{Matheson et al. 2006}). CAMCORE (Central America and Mexico Coniferous Resources Cooperative), ha evaluado la resistencia a F. circinatum en genotipos mejorados de P. radiata de Chile y Nueva Zelanda, determinándose mayor susceptibilidad entre las familias provenientes de Chile (^{Hodge & Dvorak 2000}, ^{Matheson et al. 2006}). Si bien el mejoramiento de especies forestales para resistencia a enfermedades es a largo plazo, constituye la estrategia costo-efectiva para reducir las pérdidas futuras en las plantaciones forestales. Debido a lo anterior, todos los estudios que permitan caracterizar la herencia genética de la resistencia a esta enfermedad son de gran importancia y permitirán continuar utilizando P. radiata en la producción mundial de maderas y fibra para la industria de la celulosa y papel (^{Gordon et al. 2001}).

SITUACIÓN ACTUAL DE FUSARIUM CIRCINATUM EN CHILE

En Chile, las empresas forestales en conjunto con el Servicio Agrícola y Ganadero (SAG) han establecido medidas fitosanitarias obligatorias para los viveros con presencia de F. circinatum (denominados "viveros positivos"), indicadas en decretos y resoluciones del SAG, concordante al estatus de plaga cuarentenaria para F. circinatum (^{SAG 2013a}). Estas incluyen muestreo de plantas previo a su traslado a terreno, desinfestación del suelo o substrato mediante incineración o tratamiento térmico, desinfestación de las herramientas de corte con hipoclorito de sodio o de calcio al 1 % o peróxido de hidrógeno (5 g L-1) por 30 s, y medidas de bioseguridad para vehículos, como la utilización de rodiluvios para la desinfección de neumáticos (^{Beéche et al. 2005}, ^{SAG 2011}). Estas medidas de control están bajo control oficial para los viveros o campos de setos con detección del patógeno (^{SAG 2011}). A partir del año 2003 los "viveros positivos" (Tabla I), son sometidos a control oficial, aplicando en forma obligatoria las medidas fitosanitarias establecidas para estos casos en la normativa vigente. Para la autorización de la movilización de plantas desde el vivero se debe certificar la ausencia de la enfermedad en el lote respectivo, realizando un muestreo en el vivero (dividido por lotes de plantas) por personal acreditado, colectando plantas con síntomas o asintomáticas. La detección e identificación del patógeno en laboratorio SAG o acreditado se realiza mediante taxonomía tradicional (Fig. 2) y técnicas de PCR. En caso de no cumplirse la normativa vigente, las plantas del lote positivo deben ser destruidas. Para la importación de semillas de especies hospederas al patógeno, las semillas deben llegar desinfectadas con fungicidas, se efectúan aislamientos en medios de cultivo selectivos y son mantenidas en cuarentena de post-entrada predial durante un periodo mínimo de un año (^{SAG 2005}).

TABLA I Número de viveros bajo control oficial de Fusarium circinatum (Fuente: SAG ^2013b). TABLE I. Nurseries under official control of F. circinatum (Source ^{SAG 2013b}). 

* Los años 2011 y 2013 se levantaron las medidas de control obligatorio en viveros de la región por cumplir tres temporadas consecutivas sin detección del patógeno. / Mandatory control measurements in the region were discontinued in 2011 and 2013 after three consecutive seasons without pathogen detection.

** En la Región de la Araucanía, dos viveros bajo control oficial han cerrado. En la Región del Maule, un vivero de bajo C.O. ha cerrado. / In the Araucania Region, two nurseries, under official control have been closed. In Maule Region, one nursery under official control has closed.

TABLA II Número (miles) y porcentaje de plantas eliminadas en relación del total de plantas movilizadas de especies hospederas a Fusarium circinatum en cinco regiones del país (Fuente: ^{SAG 2013b}). TABLE II. Number (thousands) and percentage of plants eliminated in relation to the total mobilized plant host species of F. circinatum in five regions of Chile. (Source ^{SAG 2013b}). 

(+): Plantas eliminadas corresponden a lotes positivos a F. circinatum. / Eliminated plants correspond to positive lots to F. circinatum.

FIGURA 2 Características morfológicas de un aislado chileno de Fusarium circinatum. a: Colonia de F. circinatum creciendo en medio Agar- papa-dextrosa; b: microconidias y macroconidias, escala =10 μm; c: microconidias agrupadas en falsas cabezas, escala = 10 μm; d: grupo de fiálides, escala = 20 μm. Escala es indicada por barra (E. Sanfuentes). FIGURE 2. Morphological characteristics of a Chilean strain of Fusarium circinatum. a: Colony of F. circinatum growing on potato-dextrose- agar medium; b: microconidias and macroconidias, bar = 10 μm; c: microconidias accumulated in false heads, bar = 10 μm; d: phialides group, bar = 20 μm. Scale is indicated by bar. 

Todas las medidas de control tienen el objetivo de minimizar las pérdidas en vivero y disminuir el riesgo de traslado del patógeno, desde el vivero a las plantaciones. Algunos viveros positivos a F. circinatum, han permanecido por más de tres temporadas sin detecciones del patógeno, la mayoría presenta bajos niveles de infestación y otros han dejado de producir plantas (^{SAG 2013b}). En los viveros positivos, sometido a control oficial, el número de plantas destruidas debido a la detección del patógeno ha disminuido en los últimos cuatro años, asociado principalmente a la aplicación de las medidas fitosanitarias implementadas (Tabla II).

En evaluaciones realizadas en cinco viveros positivos a F. circinatum el año 2004, no se detectó la presencia de conidias del patógeno en el aire y agua de riego. Se plantea que la principal forma de ingreso del patógeno a los viveros sería fundamentalmente vía substrato infestado (compost de corteza de pino), sustentándose esta posibilidad en la detección de F. circinatum en una empresa productora de substrato. Permanece como una incógnita cómo serían infestados estos lotes de compost, considerando que la corteza es obtenida desde plantaciones adultas cosechadas en donde el patógeno no está presente (^{Proyecto Fondo SAG 2007}).

Actualmente, no existen tratamientos a base de fungicidas que sean completamente eficaces contra F. circinatum, aunque en ensayo in vitro los fungicidas difenoconazol, tebuconazol y fludioxinil inhiben el crecimiento micelial del patógeno (^{Proyecto Fondo SAG 2007}). Hoy en día se utilizan fungicidas con los ingredientes activos captan (140-200 g L-1), tebuconazol (0,75-1,0 L ha-1) y azoxistrobina (200-400 cm3 L-1), donde solo este último está específicamente registrado contra F. circinatum (^{SAG 2012}). Los otros fungicidas son para el manejo de hongos de amplio espectro dentro del cultivo de P. radiata.

Nuevas herramientas biotecnológicas están siendo desarrolladas por universidades, conjuntamente con empresas forestales, cuyo principal objetivo es apoyar la selección temprana de genotipos de P. radiata resistentes a F. circinatum. Entre los principales resultados obtenidos está la propuesta de un método de inoculación para seleccionar genotipos resistentes al patógeno en P. radiata y la evaluación de la expresión relativa de siete genes candidatos relacionados con la defensa en plantas (^{Donoso et al. 2015}). Además, se han detectado regiones del ADN con efectos cuantitativos en la respuesta de las plantas frente al patógeno (^{Moraga-Suazo et al. 2014}), entregando antecedentes para iniciar una búsqueda de genes candidatos relacionados con la resistencia de P. radiata a F. circinatum. Investigaciones similares son desarrolladas por otros grupos, que trabajan con especies forestales de importancia comercial, como por ejemplo TreeGenes (^{Wegrzyn et al. 2012}), USDA Forest Service Research and Development (^{USFSR&D 2013}) y Forest Health Initiative (^{FHI 2009}).

AMENAZA POTENCIAL EN CHILE

Si bien la enfermedad caracterizada como cancro resinoso aún no ha sido observada en plantaciones comerciales, el patógeno se encuentra en viveros y plantas de setos de P. radiata. Se presume que la mortalidad provocada por el patógeno en plantaciones de P. radiata menores a cuatro años estaría relacionada a plantas asintomáticas e infectadas con F. circinatum provenientes de viveros, similar a lo acontecido en plantaciones de P. patula en Sudáfrica. En ese país, la supervivencia de plántulas de P. patula se redujo de 88 % en el año 2000 a un 64 % en el 2007 (^{Mitchell et al. 2012}), otras estimaciones indican una mortalidad de 25

% en el primer año de plantación (^{Crous 2005}), planteando que la mortalidad en el campo es el resultado de plantas contaminadas o infectadas en viveros (^{Mitchell et al. 2011}). En Chile, las pérdidas en viveros son variables y la enfermedad se encuentra bajo regulaciones establecidas por el SAG. En el año 2005 se reportaron pérdidas en huertos de plantas madres alcanzando en algunos viveros sobre el 40% y en otros se ha mantenido cerca del 20 %. En la producción de plantas, las pérdidas son menores, alcanzando hasta 14 % de la producción (CPF 2005). Los lotes de plantas eliminadas por presencia de F. circinatum corresponden en muchos casos a genotipos elite con un alto valor para la industria forestal, generando una alta pérdida, asociado también a la necesidad de una mayor producción de estos genotipos. Debido a la eliminación de plantas, las pérdidas económicas causadas por este patógeno se estiman en alrededor de 540 mil dólares, correspondiente a la eliminación de 4,3 millones de plantas (0,65 % de la producción total) entre los años 2006 y 2012. Si bien las pérdidas directas de plantas en los últimos años se han reducido (Tabla 2), el riesgo que la enfermedad tenga un desarrollo como cancro resinoso en plantaciones permanece latente.

En Chile se desconocen las razones por las cuales el cancro resinoso no ha ocurrido en plantaciones comerciales, especialmente aquellas establecidas en la inmediata vecindad de los viveros donde el patógeno está presente. Esta situación podría deberse en parte a la oportuna y rigurosa aplicación de las medidas de control que tiene como objetivo evitar la diseminación del patógeno. Por otro lado, también es posible que las condiciones climáticas del país no permitan el establecimiento y dispersión de la enfermedad en las plantaciones, debido a las bajas temperaturas y baja humedad ambiental en las zonas donde se ha reportado la presencia del patógeno (^{Wingfield et al. 2008}). Estudios utilizando el software CLIMEX indicaron que en Chile no se presentan las condiciones óptimas para el desarrollo de la enfermedad (^{Ganley et al. 2009}). Sin embargo, el cambio climático podría generar condiciones propicias para el establecimiento y desarrollo de la enfermedad en plantaciones comerciales.

Para el desarrollo del cancro resinoso deben existir componentes claves como son: heridas en la planta hospedera, condiciones de humedad y temperaturas adecuadas (^{Gordon 2001}). Por otra parte, lesiones causadas por prácticas silvícolas también pueden facilitar la infección (^{Wingfield et al. 2008}). En Chile están ausentes los insectos que causan heridas y permiten la diseminación del patógeno, tales como Pissodes nemorensis Germar y Rhyacionia frustrana Comstock presentes en el sureste de EE.UU. y los insectos nativos de California Conophthorus radiatae Hopkins, Ernobius punctulatus LeConte y Pityophyhorus spp. (^{Gordon et al. 2001}), aunque los insectos Rhyacionia buoliana Den. & Schiff e Hylugus ligniperda Fabricius, presentes en Chile, podrían transportar esporas del hongo y causar heridas en el árbol permitiendo la penetración del patógeno (^{Proyecto Fondo SAG 2007}). Recientemente se detectó a Pissodes castaneus De Geer sobre trozas cebo de Pinus ponderosa Douglas ex Lawson en la comuna de Futaleufú, insecto que puede actuar como vector del patógeno (^{SAG 2013c}). Por otra parte, lesiones causadas por prácticas silvícolas también pueden facilitar la infección (^{Wingfield et al. 2008}).

En los países en que ha sido detectado el cancro resinoso en las plantaciones, existe coincidencia que la estrategia de control más adecuada es el uso de genotipos con mayores niveles de resistencia. Para P. radiata, así como para otras especies de Pinus, la selección genética efectuada en condiciones de invernadero es la técnica más rápida y sencilla disponible para los mejoradores, permitiendo discriminar con precisión las familias o clones resistentes de los susceptibles (^{Kayihan et al. 2005}, ^{Matheson et al. 2006}, ^{Roux et al. 2007}). En Chile se han realizado inoculaciones controladas para determinar la resistencia al patógeno en diversas familias de P. radiata, detectándose variaciones fenotípicas en respuesta a la infección. Sin embargo, esta estrategia de selección basada en criterios sanitarios aún no es extendida a los programas de mejoramiento de las empresas forestales, siendo comúnmente priorizados características tales como crecimiento, forma, calidad de madera y rendimiento volumétrico.

Desde que F. circinatum fue identificado por primera vez en Chile, sólo se ha realizado un estudio con seis aislados del patógeno recolectados desde cuatro viveros, estableciéndose que estarían presentes los dos tipos de apareamientos (MAT-1 y MAT-2) (^{Jacobs et al. 2007}). Un estudio efectuado en la misma época no tuvo éxito en determinar el número de GCVs presentes en el país (^{Proyecto Fondo SAG 2007}). Recientemente, un trabajo utilizando marcadores microsatélites, empleando 10 aislados del patógeno provenientes de Chile, constató una baja diversidad genotípica del hongo (D= 0,3) y una nula posibilidad de que exista recombinación, indicando una reciente introducción del patógeno (^{Berbegal et al. 2013}), semejante a la situación de California (^{Correll et al. 1992}). No obstante, resultados de inoculaciones en plantas de P. radiata de diferentes edades, demostraron variación en agresividad entre aislados del patógeno, indicando una heterogeneidad para esta característica en la poblaciones de F. circinatum, siendo un factor de relevancia a considerarse en un programa de selección de germoplasma resistente a F. circinatum (^{Proyecto Fondo SAG 2007}). Estos antecedentes aún son insuficientes para conocer con precisión la diversidad genética de la población del patógeno en Chile y su relación con otras poblaciones en otros países, siendo necesario aumentar significativamente el número de aislamientos para estudios futuros. El conocimiento de la genética poblacional de F. circinatum permitirá; por ejemplo, confirmar la estructura clonal de la población y el tipo de reproducción predominante; estos antecedentes son necesarios para cualquier programa de mejoramiento genético de resistencia al cancro resinoso del pino.